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¿Qué es el mapeo de péptidos?

¿Qué es el mapeo de péptidos?


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Después de buscar en línea mapeo de péptidos a mi entender, puede tratarse como la huella dactilar de la proteína. Se obtiene al final de varios procesos químicos y ayuda a comprender la proteína que se analiza.

Entonces, ¿opera este método en el "espacio secuencial"? Si es así, ¿cuál es exactamente la relación de los dos?


Shimadzu explica el mapeo de péptidos de la siguiente manera:

El mapeo de péptidos implica escindir selectivamente las [proteínas] diana individuales usando una enzima o producto químico apropiado y analizar los fragmentos de péptidos obtenidos usando HPLC [cromatografía líquida de alta resolución] u otro método adecuado. [… I] la identificación de los fragmentos de péptidos separados por LC […] [se puede hacer] mediante análisis de composición de aminoácidos, análisis de secuencia de aminoácidos N-terminal o espectrometría de masas.

Como tal, lo hace no proporcionar una secuencia de aminoácidos. En su lugar, obtiene un conjunto específico de péptidos de diferentes tamaños, dependiendo del método utilizado, que a su vez se puede utilizar para huellas dactilares de proteínas.


Introducción al mapeo de epítopos

Los anticuerpos son moléculas de proteínas que se utilizan habitualmente con fines terapéuticos, de diagnóstico y de investigación debido a su exquisita capacidad para reconocer y unirse selectivamente a un antígeno determinado. El área particular del antígeno reconocido por el anticuerpo se denomina epítopo, y para los antígenos proteicos, el epítopo puede ser de naturaleza compleja. La información sobre el epítopo de unión de un anticuerpo puede proporcionar importantes conocimientos mecánicos e indicar para qué aplicaciones podría ser útil un anticuerpo. Por lo tanto, se han desarrollado una variedad de técnicas de mapeo de epítopos para localizar tales regiones. Aunque la imagen real es incluso más compleja, los epítopos en los antígenos proteicos se agrupan ampliamente en epítopos lineales o discontinuos dependiendo del posicionamiento de los residuos del epítopo en la secuencia del antígeno y el requisito de estructura. Se han desarrollado métodos especializados para mapear las dos clases diferentes de epítopos, utilizando métodos de alto rendimiento o alta resolución. Si bien son diferentes en sus detalles, todos los métodos experimentales se basan en evaluar la unión del anticuerpo al antígeno o un conjunto de imitadores de antígeno. Los primeros enfoques que utilizan conjuntos de proteínas truncadas, pequeñas cantidades de péptidos sintetizados y análisis estructurales de complejos anticuerpo-antígeno se han refinado significativamente. Los métodos actuales del estado de la técnica implican combinaciones de escaneo mutacional, exhibición de proteínas y cribado de alto rendimiento junto con análisis bioinformáticos de grandes conjuntos de datos.

Palabras clave: Anticuerpo Antígeno Epítopo Mapeo de epítopo Mutagénesis Predicción de péptidos Biología estructural.


Diseño de péptidos inmunogénicos

Los péptidos cumplen muchas funciones en inmunología, pero ninguna es más importante que su función como epítopos inmunogénicos que impulsan la respuesta inmunitaria adaptativa, nuestro baluarte definitivo contra las enfermedades infecciosas. Los epítopos de péptidos están mediados principalmente por su interacción con los principales complejos de histocompatibilidad (epítopos de células T) y anticuerpos (epítopos de células B). A medida que se siguen revelando genomas de patógenos, el mapeo de epítopos tanto experimental como computacional se está convirtiendo en herramientas cruciales en el descubrimiento de vacunas 1,2. La inmunoinformática ofrece muchas herramientas, técnicas y enfoques para en silico caracterización de epítopos, que es capaz de acelerar enormemente el diseño de epítopos.

El bajo rendimiento de la predicción de BCE es preocupante. Desafiando nuestras suposiciones ingenuas, los BCE siguen siendo poco conocidos, a pesar de la extraordinaria riqueza de estudios experimentales. Tanto la predicción basada en estructura 3 como basada en datos 4 de epítopos mediados por anticuerpos lineales o discontinuos han demostrado ser poco fiables. La mayoría de los métodos utilizan propiedades relacionadas con la exposición de la superficie, como la flexibilidad o la hidrofobicidad, ya que se cree que los epítopos deben estar en la superficie de la proteína para que se produzca la unión del anticuerpo. Parece poco probable que la metodología de predicción tenga la culpa de las fallas de la predicción BCE, ya que la minería de datos ha demostrado ser exitosa para otras aplicaciones. Es más probable que la culpa sea nuestra comprensión de los datos experimentales existentes. La mayoría de los datos se derivan de PEPSCAN, un procedimiento para mapear epítopos usando péptidos superpuestos que se analizan, usando ensayos de inmunoabsorción ligados a enzimas o ELISA, para unirse contra anticuerpos preexistentes que también tienen afinidad por el antígeno de proteína completa al que se dirige. Sin embargo, cuando estos epítopos se mapean en sus antígenos nativos, no forman los parches discretos que uno podría haber esperado si hubieran sido simples imitaciones de epítopos discontinuos, como lo muestra la cristalografía como en el lugar los epítopos pueden ser completamente inaccesibles para la unión de anticuerpos. El reconocimiento de los epítopos definidos por PEPSCAN no puede explicarse por el mecanismo más simple, sino que debemos buscar mecanismos físicos, químicos y biológicos más complicados que conduzcan a su reconocimiento por parte del sistema inmunológico. Una de esas explicaciones podría ser que se reconoce el antígeno desnaturalizado en vivo por el anticuerpo preformado. Otro es que el péptido aislado adopta una conformación que es radicalmente diferente pero es capaz de imitar la superficie de reconocimiento de un epítopo discontinuo.


¿Qué es el mapeo de péptidos? - biología

Terminé mi doctorado y comencé mi carrera como científico de I + D + i a principios del milenio, cuando la proteómica estaba en su infancia. En aquellos días, el mapeo de péptidos estaba de moda cuando los investigadores buscaban descomponer las proteínas en sus partes componentes para su posterior identificación mediante espectrometría de masas. Posteriormente, cambié de rol durante los últimos 15 años, sin perder el contacto con las proteínas, sino con el mapeo de péptidos en gran medida. Recientemente, el mapeo de péptidos ha vuelto a mi radar y he visto algunos avances importantes en la tecnología para mejorar el proceso durante esa brecha de 15 años, que describiré en esta publicación.

Hoy en día, el mapeo de péptidos se usa ampliamente en varios campos, como en la proteómica para identificar proteínas desconocidas y biomarcadores potenciales, así como en productos biofarmacéuticos para confirmar la secuencia de la proteína fabricada para garantizar que no se hayan producido cambios en comparación con la secuencia original.

El flujo de trabajo de mapeo de péptidos

El mapeo de péptidos se descubrió y describió por primera vez en 1993, y el flujo de trabajo general no ha cambiado mucho desde entonces. El primer paso es descomponer la (s) proteína (s) en péptidos. Por lo general, esto se logra incubando la proteína con una proteasa como la tripsina. Estas proteasas escinden la proteína en péptidos en secuencias / sitios específicos. A continuación, los péptidos resultantes se someten a HPLC para separarlos. El flujo de trabajo puede tomar dos caminos diferentes:

  • Si simplemente está buscando confirmar la secuencia de una proteína conocida, está seguro de la precisión del tiempo de retención de su instrumento de HPLC y tiene una muestra de control para comparar el patrón, entonces puede simplemente detectar los péptidos usando UV y hacer coincidir esto con el control para confirmar la secuencia.
  • Por otro lado, si tiene proteínas desconocidas que desea identificar o desea investigar modificaciones postraduccionales, entonces necesitaría detectarlas en un espectrómetro de masas para obtener la masa exacta de los péptidos. Estos péptidos identificados se compararían luego con una base de datos de masas de péptidos conocidas, utilizando software para identificar los péptidos y la proteína posterior.

Mapeo de péptidos en los años noventa

Cuando encontré por primera vez el mapeo de péptidos, el proceso era relativamente laborioso, no siempre muy preciso y se usaba predominantemente para identificar incógnitas. Las proteínas estaban típicamente contenidas en geles de poliacrilamida y primero tenían que extraerse o liberarse de los geles antes de la digestión en péptidos. La tripsina era generalmente la proteasa de elección, pero era un proceso largo (la mayoría de las personas dejaban la reacción durante la noche y durante al menos cuatro horas como mínimo), no siempre era 100% eficiente y la reproducibilidad era un gran problema. La separación por HPLC fue adecuada, pero la precisión del tiempo de retención a menudo no fue lo suficientemente buena para confirmar con la detección UV sola. Sin embargo, la separación fue suficientemente buena si se utilizó espectrometría de masas para la detección, aunque un poco lenta en los días previos a la UHPLC. La identificación por espectrometría de masas se realizaba típicamente en instrumentos MALDI-TOF y versiones tempranas de software de identificación de proteínas y bases de datos asociadas.

Si tuviera que resumir mis primeras experiencias con el mapeo de péptidos, sería posible obtener resultados razonablemente buenos usando estos métodos, pero fue un proceso lento, los resultados no siempre fueron tan reproducibles y la instrumentación y el software fueron relativamente complejos de usar. Avance rápido hasta 2016 & # 8230

Mapeo de péptidos hoy

Hoy en día, el mapeo de péptidos todavía se usa para los mismos resultados y tiene un flujo de trabajo similar, pero las mejoras tecnológicas han hecho que el proceso sea mucho más rápido y confiable. La digestión de proteínas se ha beneficiado de la introducción de kits de digestión personalizados que ofrecen digestiones altamente reproducibles en solo una hora.


Regiones de la parcela limitadas por el obstáculo estérico

La mayoría de las combinaciones de ψ y φ están prohibidas estéricamente, como se ilustra en el tripéptido, Glu-Ser-Ala. Con Ser teniendo valores de ψ = -116 o y φ = 55 o, la cadena lateral de Ser está en contacto con Ala, de color azul.

En los gráficos de péptidos nativos, los puntos de datos formarán grupos en las diversas áreas en las que no se produce el impedimento estérico.

Estas regiones se ilustran en la Figura de la izquierda. Las regiones centrales contienen las combinaciones más favorables de ψ y φ y contienen el mayor número de puntos.

Las gráficas de algunas proteínas contienen una pequeña región del tercer núcleo en el cuadrante superior derecho. Las regiones permitidas (verde en la Figura) pueden estar ubicadas alrededor de las regiones centrales o pueden no estar asociadas con una región central, pero contienen menos puntos de datos que las regiones centrales.

Las regiones generosas (que no se muestran en la figura) se extienden más allá de las regiones permitidas. Las áreas restantes son las regiones no permitidas. Observe que el punto de datos & # 8211 116 o y +55 o para Ser del tripéptido anterior caería en el cuadrante inferior derecho que contiene solo una región no permitida. Si la serina en el tripéptido tiene valores ψ y φ de -47o y -57o que se encuentran en la región del núcleo en la parte inferior izquierda, la cadena lateral de serina se gira alejándose de Ala y no está en contacto con Ala. La mayoría, si no todos, de los puntos en los gráficos anteriores para hélice α y hoja β, se encuentran en una de las áreas centrales.

Glicina

Dado que Gly solo tiene un hidrógeno como cadena lateral, no es tan probable que ocurra un impedimento estérico cuando ψ y φ se rotan a través de una serie de valores. El tripéptido Glu-Gly-Ala con Gly que tiene valores ψ y φ de -116o y +55o respectivamente, no muestra el impedimento estérico que tenía Glu-Ser-Ala. Por esa razón, Gly con frecuencia tramará en la región no permitida de un complot de Ramachandran. Casi todos los puntos de datos en la región no permitida en la Figura anterior son puntos de glicina.

Residuos funcionalmente relevantes

Los residuos funcionalmente relevantes pueden ocasionalmente tener ángulos de torsión que trazan las regiones no permitidas de una parcela de Ramachandran. La geometría específica de estos residuos funcionalmente relevantes, aunque energéticamente desfavorable, puede ser importante para la función de la proteína, catalítica o de otro tipo.


Biología celular 04: La vía secretora

La vía secretora se refiere al retículo endoplásmico, el aparato de Golgi y las vesículas que viajan entre ellos, así como la membrana celular y los lisosomas. Se denomina & # 8216secretor & # 8217 por ser la vía por la cual la célula segrega proteínas en el entorno extracelular. Pero, como de costumbre, la etimología solo cuenta una fracción de la historia. Esta vía también procesa proteínas que estarán unidas a la membrana (ya sea en la membrana celular o en el ER o en las membranas de Golgi), así como enzimas lisosomales, y también cualquier proteína que vivirá su vida en la propia vía secretora. También hace otras cosas además de procesar proteínas.

El citosol y el & # 8216lumen & # 8217 (el líquido que llena la vía secretora) son entornos químicos diferentes y normalmente nunca se mezclan. El citosol es reductor (cuando estás en el citosol, sigues encontrando moléculas que quieren ofrecerte electrones), y el ER, el Golgi y el entorno extracelular son oxidativos (las moléculas siguen llegando a ti pidiendo electrones). Vea redox si todavía está confundido. Esto genera diferentes condiciones de plegamiento de proteínas: por ejemplo, los enlaces disulfuro generalmente solo se forman en condiciones oxidativas. Además, diferentes proteínas pueden vivir solo en la vía secretora o solo en el citosol. La vía secretora proporciona una ruta para que la célula maneje cosas que podrían no ser buenas en el citoplasma y / o son más útiles cuando se mantienen concentradas en un compartimento especializado con sus socios interactivos deseados. Los hepatocitos (en el hígado) secuestran medicamentos y toxinas en el RE liso y los descomponen para excretarlos del cuerpo allí. La vía secretora no es contigua, pero cada movimiento entre sus componentes está en pequeños microcosmos burbujeantes de su propio mundo químico, llamados vesículas.

Muchas proteínas que atraviesan la vía secretora nunca tocan el citosol, excepto las partes de las proteínas de membrana que sobresalen del lado citosólico. Muchos de ellos necesitan acompañantes para ayudar con el plegado y / o toda una serie de modificaciones postraduccionales para estar listos para su función nativa, y la vía secretora se especializa en proporcionarles todo eso.

La conferencia de hoy & # 8217 se centrará en cómo las proteínas se traducen al ER y cómo viajan (en vesículas) entre el ER, el Golgi y otros destinos. Esto está bellamente representado en el video de Life of the Cell:

los retículo endoplásmico es el primer paso en la vía secretora. Su membrana es continua con la membrana nuclear externa, aunque no está claro por qué eso importa, ya que no es como las proteínas que comienzan su vida en el núcleo. Más bien, los ARNm se desplazan por el citoplasma hasta que son recogidos por un ribosoma interesado en traducirlos. En la & # 8216 translocación postraduccional & # 8217, la nueva proteína se traslada al ER después de que & # 8217 se traduce. En el fenómeno más interesante llamado & # 8216 translocación cotranslacional & # 8217, el ribosoma comienza la traducción como cualquier otra proteína, pero en algún lugar de los primeros 16 a 30 aminoácidos golpea un péptido señal (también conocido como secuencia señal). Ese motivo de señal es a menudo 1 aminoácido cargado positivamente seguido de 6-12 aminoácidos hidrófobos. Este motivo es reconocido por la partícula de reconocimiento de señales (SRP, una & # 8216ribonucleoproteína & # 8217 o molécula híbrida de ARN / proteína) que se une a ella e impide que el ribosoma continúe la traducción. La traducción se detiene hasta que el complejo ribosoma / SRP encuentra un receptor SRP en la membrana del ER. Cuando se encuentran, SRP y su receptor se unen cada uno a una molécula de GTP en la membrana del ER, lo que aparentemente fortalece su interacción. Afortunadamente, todo esto sucede junto a un translocón Sec61 & # 8211, un complejo de proteínas que forma un canal que cruza la membrana del RE. El translocón es en realidad un complejo de tres proteínas diferentes (genes: SEC61A1 o SEC61A2, SEC61B, SEC61G), de las cuales la subunidad Sec61a tiene 10 hélices a que atraviesan la membrana y forman el canal. Una vez que el ribosoma está acoplado a la membrana, continúa la traducción, empujando el péptido señal y eventualmente toda la proteína a través del canal hacia la luz del RE. Cuando la traducción se detiene, SRP y el receptor de SRP hidrolizan su GTP para liberarse entre sí y la carga de ribosoma (esto tiene que requerir la energía de GTP, ya que la unión original fue cuesta abajo), una peptidasa señal separa el péptido señal de la proteína naciente. , y la proteína es libre de comenzar a plegarse en el RE.

Un par de otros jugadores están involucrados en algunas proteínas ER. El oligosacárido transferasa, que agrega grupos glicosilo a las asparaginas en la proteína naciente, es parte del complejo translocón y en realidad realiza la glicosilación. tiempo la nueva proteína todavía se está traduciendo. Entonces, aunque llamamos a la glicosilación una & # 8216 modificación postraduccional & # 8217, en este caso se realiza durante la traducción. Además, para lograr su estructura adecuada, algunas proteínas deben traducirse completamente antes de que se les permita comenzar a plegarse & # 8211 si se permitiera que la porción N-terminal comenzara a plegarse tan pronto como entrara en el lumen, terminaría con el estructura general incorrecta. Para evitar esto, a veces BiP, la chaperona, se une a la proteína para mantenerla desplegada durante un tiempo. Imagínese a BiP como otro Pac-Man que muerde la proteína para mantenerla lineal, como Hsc70 en el proceso de focalización mitocondrial (ver la semana pasada).

Los primeros minutos muestran el escenario básico descrito anteriormente. Luego pasa a un escenario más complejo que presentaré en un minuto. Para su información, el video muestra dos cosas & # 8216 controvertidas & # 8217 no incluidas en la descripción anterior: (1) el péptido señal se degrada en la membrana y (2) una & # 8216 proteína de conexión & # 8217 que detiene el canal antes / después traducción. No todos los científicos están de acuerdo todavía en estas dos cosas.

Todas las proteínas que sabemos que pasan por la vía secretora fueron identificadas allí por personas que realizaron experimentos de localización para ver en qué parte de la célula se encuentra una proteína. Un hecho extraño sobre el ER es que puede poner la célula en una licuadora y luego el ER comenzará a reconectarse a sí mismo, formando pequeños & # 8216microsomas & # 8217 que no están adheridos al núcleo pero forman burbujas contiguas de ER. A continuación, puede comenzar a jugar juegos con proteasas & # 8211 que descomponen proteínas & # 8211 y detergentes & # 8211 que solubilizan la membrana ER. Suponiendo que su proteína de interés se traduzca, puede verificar si (1) sobrevive al tratamiento con proteasa pero (2) no & # 8217t sobrevive al tratamiento con proteasa + detergente, entonces es una proteína de la vía secretora. La lógica es que en el caso (1) estaba protegido dentro del ER, pero en el caso (2) disolviste el ER, por lo que se lo comió la proteasa. Todo esto supone que tiene un anticuerpo o alguna otra forma de detectar si la proteína de interés está ahí después de estos tratamientos.

La gente también utilizó estas técnicas para descubrir que solo se pueden traducir 70 aminoácidos de una nueva proteína antes de que sea demasiado tarde para que esa proteína termine en el ER. Recuerde, el péptido señal está en los primeros 16-30 aminoácidos y la translocación al RE depende de la presencia de SRP. Los ribosomas se traducen a un ritmo predecible, por lo que las personas comenzaron a traducir algunos ARNm y luego esperaron cantidades determinadas de tiempo antes de agregar SRP, para ver cuánta traducción podía ocurrir antes de que SRP ya no pudiera hacer su trabajo.

El receptor SRP y las proteínas Sec61 son proteínas de la membrana del RE & # 8211 y también hay muchas otras proteínas de la membrana del RE, la membrana de Golgi y la membrana del lisosoma. De hecho, incluso las proteínas de la membrana (ver clase 02) de la membrana celular se procesan en la vía secretora. Muchos de estos tienen varios o decenas de dominios transmembrana (20-25 aminoácidos hidrofóbicos cada uno) que deben insertarse en el orden y la orientación correctos (por ejemplo, realmente desea que sus canales iónicos y transportadores apunten en la dirección correcta, en vs .fuera de la celda). En consecuencia, hay un montón de mecanismos biológicos sofisticados para que estas proteínas se inserten correctamente en la membrana. Esto es lo que muestra la segunda mitad del video anterior.

Así que aquí & # 8217s una tautología: algunas proteínas tienen una secuencia topogénica que determina su orientación en la membrana. Esta secuencia está formada por dos tipos de secuencias de señales:

  • a secuencia de parada-transferencia (abreviado STA por alguna razón) es una secuencia de aminoácidos hidrófobos de 22-25 en algún lugar en el medio de la proteína que forma una hélice alfa. Cuando se encuentra, se empuja hacia la membrana y luego la traducción del resto de la proteína continúa en el citosol. Así que este tipo de & # 8216 deshace & # 8217 la translocación al ER que fue iniciada por el péptido señal al principio (extremo N) de la proteína.
  • a secuencia de anclaje de señal (abreviado SA) es también una hélice alfa hidrofóbica 22-25aa, pero con una serie de

Con esas dos señales como bloques de construcción, puede imaginar una proteína con una serie de secuencias de transferencia de parada y anclaje de señal para crear una serie completa de dominios transmembrana de ida y vuelta cosidos en la membrana como si fuera una máquina de coser. Las personas han clasificado las proteínas de membrana en cinco categorías:

  1. El tipo I tiene solo un péptido señal y luego una transferencia de una parada en el medio. Por lo tanto, termina con su extremo N (hidrófilo) en la luz, su centro (hidrófobo) en la membrana y su extremo C (hidrófilo) en el citosol.
  2. El tipo II no comienza con un péptido señal. Comienza como cualquier otra proteína, pero en el medio tiene una secuencia de anclaje de señal con los aminoácidos +++ primero y la serie hidrofóbica después. Esto hace que la proteína se transloque a la mitad de la traducción, con la parte N-terminal ya traducida sobresaliendo en el citosol (ya que +++ debe permanecer citosólico) y la parte C-terminal que ahora comienza a traducirse. ser traducido directamente a la sala de emergencias. Entonces termina transmembrana con su terminal C en el ER y el terminal N en el citosol y # 8211 opuesto al Tipo I.
  3. El tipo III es como el tipo II y # 8211 sin péptido señal, solo un ancla de señal en el medio, pero en este caso, el +++ viene después de la secuencia hidrofóbica, que invierte la orientación. Entonces esto termina con su término N en el ER y su término C en el citosol. Opuesto al Tipo II y, al final, lo mismo que el Tipo I, aunque llegó allí de una manera diferente & # 8211, no tiene un péptido señal que se escinde en el ER.
  4. Las proteínas de tipo IV o & # 8217multipass & # 8217 tienen una serie alterna de secuencias señal y secuencias de transferencia de parada. Estos son claramente más de un & # 8216type & # 8217, pero no son tan diversos como su imaginación combinatoria podría permitir. La orientación de la primera secuencia de señal determina si el extremo N terminará en el citosol o en el ER, y el número total de secuencias de transferencia de parada + anclaje de señal determina dónde terminará el extremo C: un número par = el mismo lado que el extremo N, número impar = lado opuesto al término N. Las secuencias STA y SA deben alternarse estrictamente, con la excepción de que puede comenzar con dos secuencias de anclaje de señal si la primera está orientada con el extremo N en el citosol. Solo para burlarse de este esquema de categorización, la gente ha definido algunos subtipos del Tipo IV definidos de manera incompleta, donde el Tipo IVa es N-terminal en el citosol (por lo tanto, comienza como una proteína de Tipo II) y el Tipo IVb es N-terminal en el lumen (comienza como una proteína de tipo III pero luego tiene otra secuencia SA que la devuelve al ER). GLUT1 de la Clase 02 es un Tipo IVa. Las proteínas ancladas, que son el quinto tipo pero no se denominan Tipo V, comienzan con un péptido señal y terminan con un extremo C hidrófobo que permanece incrustado en la membrana. Ese extremo hidrofóbico se escinde y se reemplaza con GPI, que también permanece incrustado en la membrana. PrP es uno de estos & # 8211 más sobre eso más adelante.

A estas alturas ya hemos hablado de cómo las proteínas pueden terminar en el lumen del ER o atravesar la membrana del ER. La mayoría de las proteínas salen del RE en minutos, transportadas en vesículas con destino al Golgi y luego para su excreción, los lisosomas o la membrana celular. Esa dirección de avance hacia adelante se llama anterógrada y yendo hacia atrás desde Golgi a ER es transporte retrógrado.

Ambos tipos de transporte tienen lugar en vesículas unidas a la membrana. Estos brotan de la membrana de donde sea que provengan, y luego se fusionan a la membrana de donde sea que se dirijan y # 8211 bellamente representados en

2:25 en el video de Life of the Cell anterior. El cuerpo a partir del cual se forman las vesículas es el & # 8216compartimento del donante & # 8217, y el destino al que luego se fusionan es el & # 8216compartimento del receptor & # 8217.

El proceso de gemación requiere que las proteínas G en la membrana recluten proteínas de la capa. Específicamente, para el transporte anterógrado, la proteína G Sar1 (gen: SAR1A) recluta COPII (& # 8216cop two & # 8217) para el transporte retrógrado, una proteína ARF G recluta COPI (pronunciado & # 8216cop one & # 8217). Estas proteínas G se activan para hacer este trabajo cuando GEF las carga con GTP, intercambiando el PIB.

Entonces, los pasos en el transporte anterógrado, por ejemplo, son los siguientes:

  1. Sec12-GEF (Sec significa secretor) carga Sar1 con GTP. Cuando se une a GDP, Sar1 simplemente flota alrededor del compartimento donante, pero cuando se une a GTP, sufre un cambio conformacional que hace que su cola hidrofóbica N-terminal, que de otro modo estaría enterrada, sobresalga, haciéndola adherirse a la membrana, donde las proteínas COPII comienzan a crecer. se acumulan porque les gusta mucho esa cola.
  2. Los COPII comienzan a polimerizar y, debido a su conformación, tienen una preferencia intrínseca por la curvatura, por lo que su acumulación comienza a hacer que se produzca la gemación. Al mismo tiempo, las proteínas unidas a la membrana que necesitan ser transportadas & # 8211 identificadas por una secuencia de aminoácidos DXE (es decir, aspartato-cualquier-glutamato) que forma un sitio de unión en su parte citosólica & # 8211 son reclutadas en la vesícula recién formada. . Las proteínas unidas a la membrana actúan como receptores, reclutando proteínas lumenales que están unidas al Golgi para que cuelguen en el espacio cóncavo donde terminarán en la vesícula una vez que se forme.
  3. Una vez que ha llegado suficiente COPII, la vesícula se desprende, momento en el que Sar1 hidroliza su GTP, proporcionando la energía para que succione su cola hidrófoba hacia sí misma, cortando los COPII sueltos. La vesícula ahora está desconectada del compartimento donante.
  4. Ahora, por razones mal explicadas (¿o mal comprendidas?), La capa de COPII simplemente se desmonta, exponiendo los receptores debajo de la capa que dirigen la dirección de la vesícula. Una vez que la vesícula llega a su destino, Rab-GTP incrustado en la membrana de la vesícula interactúa con un efector Rab incrustado en la membrana del compartimento aceptor. Se intercambia una mirada de reojo, se despierta el interés. Pronto, la vesícula se fusionará con la membrana. las proteínas presentes tanto en el v esículo como en la membrana objetivo (V-SNARE y T-SNARE respectivamente) interactúan para acercar aún más las membranas. En este ejemplo, consideraremos VAMP (los genes VAMP_) como V-SNARE y Syntaxin (los genes STX__) y SNAP25 (gen SNAP25) como las T-SNARE. La sintaxina y SNAP25 son proteínas de membrana. La sintaxina tiene 1 hélice alfa y SNAP25 tiene 2, todas en el lado citosólico. Las hélices alfa impulsan la interacción con VAMP. Los lados opuestos y las hélices alfa # 8217 tienen una afinidad extremadamente fuerte entre sí, lo que hace que las membranas se acerquen lo suficiente como para fusionarse. Una vez que esto ha sucedido, separar las V-SNARE y T-SNARE nuevamente requiere dos proteínas: NSF (gen: NSF significa factor sensible a NEM) y alpha-SNAP (gen: NAPA), una proteína soluble de unión a NSF. NSF es una ATPasa y quema ATP para impulsar el desmontaje enérgicamente cuesta arriba del complejo.

Ahora para el transporte retrógrado. ¿Por qué hay transporte retrógrado? Aquí hay una lista no exhaustiva de algunas razones:

  • Algunas proteínas de membrana comienzan su vida en el ER, necesitan ser modificadas en el Golgi, pero luego necesitan regresar al ER. Hacen esto con una secuencia de aminoácidos KKXX.
  • También hay una secuencia de aminoácidos KDEL en el extremo C de algunas proteínas lumenales que se supone que las mantiene en la sala de emergencias, pero no es perfecta, a veces terminan en el Golgi, en cuyo caso dirigido de nuevo al ER a través del transporte retrógrado que depende de esa secuencia KDEL para su reconocimiento. El mecanismo es bastante ordenado & # 8211 las proteínas que reconocen y se unen a KDEL lo hacen solo a pH bajo, y el pH del Golgi es más bajo que el ER, por lo que se unen a KDEL en el Golgi y luego lo liberan cuando & # 8217re de nuevo en el pH más neutro del ER.
  • Además, piénsalo, todas las proteínas que participan en el transporte anterógrado & # 8211 las V-SNARES, Rab, etc. & # 8211 tienen que volver a Urgencias para que puedan hacerlo todo de nuevo, como lo ha hecho el autobús. para volver a la estación de autobuses al final del día.
  • Como veremos en breve, el Golgi se presenta en múltiples etapas que dependen de la adición de enzimas posteriores.

El proceso de transporte retrógrado no es tan diferente del anterógrado. Utiliza ARF en lugar de Sar1, COPI en lugar de COPII, pero funciona igual: ARF cargado con GTP permite que su cola hidrófoba se adhiera a la membrana, atrayendo la atención de los COPI. COPI tiene dos componentes, COPIalpha y COPIbeta, los cuales interactúan con esa secuencia KKXXX para reclutar proteínas unidas a la membrana destinadas al transporte retrógrado. Algunas proteínas también tienen una secuencia RR (en cualquier parte de la proteína) que puede marcarlas para el transporte retrógrado.

El aparato de Golgi no es contiguo. Es un conjunto apilado de subcompartimentos separados llamados sacos o cisternas. Los diferentes compartimentos tienen diferentes propiedades y las proteínas los visitan en un orden particular. En orden desde el RE hasta la membrana celular, los compartimentos de Golgi se denominan red cis, medial, trans y trans-Golgi. Cada compartimento tiene diferentes enzimas que modifican las proteínas, y las modificaciones tienen que suceder en un orden determinado, de ahí la necesidad de un conjunto de compartimentos apilados.

Pero a medida que las proteínas maduran en el Golgi, no es como si brotaran en vesículas de un compartimento y pasaran al siguiente. Más bien, el compartimento en el que están Ya estoy en eso se mueve hacia afuera y & # 8216maduros & # 8217 a medida que se le agregan nuevas enzimas (desde más abajo en la cadena de Golgi) a través del transporte retrógrado. Extraño, ¿verdad? Es como si en lugar de mudarte de una escuela primaria a una secundaria y luego a una secundaria te quedaras en un edificio escolar durante toda tu niñez y adolescencia, y ellos simplemente traen nuevos libros de texto y maestros cada año para mantenerlo. apropiado para el grado que usted y sus compañeros habían alcanzado ahora. Aquí & # 8217s cómo se ven los Golgi a medida que se mueven y evolucionan:

Así que hay & # 8217 (poco o) ningún transporte anterógrado dentro del Golgi, pero mucho transporte retrógrado para traer cada nueva ronda de enzimas. Cuando las proteínas finalmente han completado el plan de estudios completo de K-12 de la red de Golgi, se someten a transporte a pasar a su destino final. Brotan en una vesícula que irá a uno de tres lugares:

    & # 8211 fusión con la membrana celular. Por tanto, las proteínas de la luz se secretarán extracelularmente y las proteínas de la membrana se convertirán en proteínas de la membrana celular. & # 8211 estos simplemente se quedan como vesículas en la célula hasta que se necesiten & # 8211 donde & # 8216necesarios & # 8217 significa que eventualmente se someten a exocitosis. En las neuronas, aquí es donde se almacenan los neurotransmisores hasta que un potencial de acción exige su secreción en la sinapsis. En el estómago, las células que producen enzimas gástricas mantienen esas enzimas en vesículas secretoras hasta que la ingesta de alimentos desencadena su liberación en el estómago. - donde las proteínas mal plegadas van a degradarse.

The transport from the trans-Golgi network on to these destinations is different from the other transport discussed above and often involves clathrin (CLT__ genes). Vesicles budding off have a two-layer coat, with a dapter p rotein (AP) complexes as the inner layer and clathrin as the outer layer. The adapter proteins have a target signal with a YXXh motif (h = Φ = any hydrophobic amino acid). Clathrin forms the so-called ‘clathrin-triskelion’ formation shown here:


(Image thanks to Wikimedia Commons user Phoebus87)

Clathrin is also responsible for endocytosis – budding off of vesicles of extracellular stuff (and cell membrane proteins) to come dentro the cell. This is called clathrin-mediated endocytosis. Receptors in the cell membrane get endocytosed very frequently: the whole population of hormone receptors turns over about every hour, especially when hormones are being received. Taking up the receptor into a vesicle is one way for the cell to cut off the incoming signal until it can be processed.
The plasma membrane notes discuss cystic fibrosis briefly: CFTR is an ABC transporter responsible for pumping Cl - out of the cell (it also lets Na + in). Loss-of-function mutants don’t pump Cl - , which removes the driving force for osmosis, thickening the mucus and causing breathing problems. There are at least 127 different loss-of-function CFTR mutants (at least, that’s how many Natera tests for) that (if both alleles are disabled) cause cystic fibrosis. The most common mutation is ΔF508, which is

3% of all European CFTR alleles and about 70% of mutant ones. The loss of that one phenylalanine changes CFTR’s conformation so that the di-acidic exit code (amino acids D565 and D567) that targets CFTR for exocytotic vesicles is no longer correctly exposed and the protein never makes it to the cell membrane [Wang 2004].

discussion section

In section we read Hu 2009, who showed that atlastin proteins are involved in creating the tubular ER network. The evidence came almost entirely from protein-protein interactions. I was surprised this paper was a big deal, because there have been a million papers showing protein-protein interactions for huntingtin, and no one really believes all of them and it hasn’t necessarily gotten us any closer to knowing what huntingtin does or what goes wrong in Huntington’s Disease. But apparently Hu was able to make a pretty clean case for the atlastins’ interactions with reticulons as implying a role in ER formation. It helps that Hu was able to show a ‘genetic interaction’ in addition to a physical (binding) interaction. A ‘genetic interaction’ (I had to look it up) means when “Sometimes mutations in two genes produce a phenotype that is surprising in light of each mutation’s individual effects. This phenomenon, which defines genetic interaction, can reveal functional relationships between genes and pathways.” [Mani 2007].

This is a decade old, so some stuff may be outdated, but I found Harris 2003 (ft)’s review of PrP cell biology extremely clear and helpful. Kim & Hegde 2002 was also helpful. PrP is a secretory pathway protein. Its first 22 amino acids (MANLGCWMLVLFVATWSDLGLC) are a signal peptide that causes cotranslational translocation to the ER. Normally, PrP just gets GPI-linked at its C terminus and is anchored to the exoplasmic side of the membrane. But amino acids 111-134 (HMAGAAAAGAVVGGLGGYMLGSAM) are a sort of weak signal anchor sequence (Type II, with the +++ amino acids coming before the signal anchor) that sometimes but not always becomes a transmembrane domain, inverting the C terminus into the lumen. Even more confusingly, that sequence can sometimes just end up as a transmembrane domain sin the inversion, so that the N terminus is in the lumen. So there are three membrane topologies of PrP: regular old GPI-anchored, and two transmembrane orientations, as depicted in Harris 2003 Fig 3:

Note how weird Ctm PrP is. It’s transmembrane yet also GPI-anchored, and the N-terminal signal peptide is never cleaved off. Normally, the transmembrane forms are < 10% of total PrP. In some laboratory conditions the percentage is higher, and two of the GSS-causing mutations (A117V and P105L) also increase the fraction of Ctm PrP to 20-30% of all PrP. Of these three forms, there is a good amount of evidence that Ctm PrP is toxic, and that it might play a role in prion formation, though most genetic prion disease mutations (including FFI D178N) do not appear to affect the membrane topology of PrP or the fraction of Ctm PrP.

After PrP goes through the Golgi, it is targeted for the cell membrane. But according to Harris, it doesn’t just sit there – it frequently through clathrin-mediated endocytosis and cycles through the cell every

60 minutes, with some molecules being cleaved on each cycle. Copper stimulates this endocytosis of PrP. Most genetic prion disease mutations change the localization of PrP – usually when a mutation is present, less PrP is found on the cell surface, with more accumulating in the ER.

About Eric Vallabh Minikel

Eric Vallabh Minikel is on a lifelong quest to prevent prion disease. He is a scientist based at the Broad Institute of MIT and Harvard.


Peptide mass fingerprinting

Peptide mass fingerprinting by MALDI-MS and sequencing by tandem mass spectrometry have evolved into the major methods for identification of proteins following separation by two-dimensional gel electrophoresis, SDS-PAGE or liquid chromatography. One main technological goal of proteome analyses beside high sensitivity and automation was the comprehensive analysis of proteins. Therefore, the protein species level with the essential information on co- and post-translational modifications must be achieved. The power of peptide mass fingerprinting for protein identification was described here, as exemplified by the identification of protein species with high molecular masses (spectrin alpha and beta), low molecular masses (elongation factor EF-TU fragments), splice variants (alpha A crystallin), aggregates with disulfide bridges (alkylhydroperoxide reductase), and phosphorylated proteins (heat shock protein 27). Helpful tools for these analyses were the use of the minimal protein identifier concept and the software program MS-Screener to remove mass peaks assignable to contaminants and neighbor spots.


What is peptide mapping? - biología

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Transit peptide

Last modified April 6, 2021

This subsection of the 'PTM / Processing' section describes the extent of a transit peptide.

Transit peptides are responsible for the transport of a protein encoded by a nuclear gene to a particular organelle. To date, we report transit peptides for the following organelles:

  • Mitocondria
  • Apicoplast
  • Chromoplast
  • Cloroplasto
  • Cyanelle
  • Tilacoide
  • Amyloplast
  • Peroxisoma
  • Glyoxysome
  • Hydrogenosome

Cyanelles are the plastids of glaucocystophyte algae.

Peroxisomes, hydrogenosomes, glyoxysomes and glycosomes constitute the class of microbodies, which are defined as single membrane-bounded small organelles. Proteins can be targeted to microbodies via an N-terminal transit peptide (which is rare), or via a C-terminal motif (which is more common).

Chromoplasts are plastids containing pigments other than chlorophyll. Found in flowers, petals and fruits.

Transit peptides are generally cleaved from the mature protein and so will logically be found in proteins tagged with the 'Sequence processing' information: 'The displayed sequence is further processed into a mature form.'.

The particular organelle to which a protein is targeted is indicated in the 'Subcellular location' subsection and by the presence of a specific keyword.

1. Annotation of experimentally proven transit peptides:

We annotate experimentally proven transit peptides when the cleavage site has been determined by direct protein sequencing.
Example: P15690

Large-scale proteomics data are used to annotate transit peptides through the combination of experimental and computational methods, tagged with evidence from 'Combined sources'.
Example: P28331

This information can then be propagated 'By similarity' to closely related homologs provided that the transit peptide sequence is conserved.
Example: Q0MQG1

When a protein contains a transit peptide (according to experimental data or its similarity with a family of proteins), but the precise cleavage position has not been experimentally determined, we use a question mark instead of a precise position.
Example: Q6GQ48

2. Annotation of predicted transit peptides:

We also annotate transit peptides which are predicted by the application of the predictive tools Mitofates, Predotar and TargetP, but only when such predictions are consistent with the known or presumed subcellular location of the protein concerned. The predicted positions of the transit peptide are annotated with evidence 'Sequence analysis'.
Example: P91929


Mass Analyzer

Quadrupole ion trap (used in ESI) - A complex mixture of ions can be contained (or trapped) in this type of mass analyzer. Two common type are linear and 3D quadrupoles.

Figure: Linear and 3D Quadrupoles

As dipoles display positive and negative charge separation on a linear axis, quadrupoles have either opposite electrical charges or opposite magnetic fields at the opposing ends of a square or cube. In charge separation, the monopole (sum of the charges) and dipoles cancel to zero, but the quadrupole moment does not. The quadrupole traps ions using a combination of fixed and alternating electric fields. The trap contains He at 1 mTorr. For the 3D trap, The ring electrode has a oscillating RF voltage which keeps the ions trapped. The end caps also have an AC voltage. Ions oscillate in the trap with a "secular" frequency determined by the frequency of the RF voltage, and of course, the m/z ratio. By increasing the the amplitude of the RF field across the ring electron, ion motion in the trap becomes destabilized and leads to ion ejection into the detector. When the secular frequency of ion motion matches the applied AC voltage to the endcap electrodes, resonance occurs and the amplitude of motion of the ions increases, also allowing leakage out of the ion trap into the detector.

Time of Flight (TOF) tube (used in MALDI) - a long tubes is used and the time required for ion detection is determined. The small molecular mass ions take the shortest time to reach the detector.

Tandem Mass Spectrometry (MS/MS)

Quadrupole mass analyzers which can select ions of varying m/z ratios in the ion traps are commonly used in for tandem mass spectrometry (MS/MS). In this technique, the selected ions are further fragmented into smaller ions by a process called collision induced dissociation (CID). When performed on all of the initial ions present in the ion trap, the sequence of a peptide/protein can be determined. This techniques usually requires two mass analyzers with a collision cell in-between where selected ions are fragmented by collision with an inert gas. It can also be done in a single mass analyzer using a quadrupole ion trap.

In a typical MS/MS experiment to determine a protein sequence, a protein is cleaved into protein fragments with an enzyme such as trypsin, which cleaves on carboxyl side of positively charge Lys and Arg side chains. The average size of proteins in the human proteome is approximately 50,000. If the average molecular mass of an amino acid in a protein is around 110 (18 subtracted since water is released on amide bond formation), the average number of amino acids in the protein would be around 454. If 10% of the amino acids are Arg and Lys, the on average there would be approximately 50 Lys and Arg, and hence 50 tryptic peptides of average molecular mass of 1000. The fragments are introduced in the MS where a peptide fragment fingerprint analysis can be performed. The MWs of the fragments can be identified and compared to known peptide digestion fragments from known proteins to identify the analyte protein.

To get sequence information, a tryptic peptide with a specific m/z ratio (optimally with a single +1 charge) is further selected in the ion trap and fragmented on collision with an inert agent (MS/MS). Since the m/e range of mass spectrometers is in the thousands, tryptic fragments with a single charge can easily be detected and targeted for MS/MS. The likely and observed cleavages for a tetrapeptide and the resulting ions with a +1 charge are illustrated below. Ions with the original N terminus are denoted as a, b, and c, while ions with the original C terminus are denoted as x, y, and z. c and y ions gain an extra proton from the peptide to form positively charged -NH3+ groups. The actual ions observed depend on many factors including the sequence of the peptide, its original charge, the energy of the collision inducing the fragmentation, etc. Low energy fragmentation of peptides in ion traps usually produce a, b, and y ions, along with peaks resulting from loss of NH3 (a*, b* and y*) or H2O (ao, bo and yo). No peaks resulting from fragmentation of side chains are observed. Fragmentation at two sites in the peptide (usually at b and y sites in the backbone) form an internal fragment.

Figure: Peptide Fragmentation and Sequencing by MS/MS

The y1 peak represents the C-terminal Lys or Arg (in this example) of the tryptic peptide. Peak y2 has one addition amino acid compared to y1 and the molecular mass difference identifies the extra amino acid. Peak y3 is likewise one amino acid larger than y2. All three y fragments peaks have a common Lys/Arg C-terminal and the charged fragment contains the C-terminal end of the original peptide. All b fragment peaks for a given peptide contain a common N terminal amino acid with b1 the smallest. Note that the subscript represents the number of amino acids in the fragment . By identifying b and y peaks the actual sequence of small peptide can be determined. Usually spectra are match to databases to identify the structure of each peptide and ultimately that of the protein. The actual m values for fragments can be calculated as follows, where (N is the molecular mass of the neutral N terminal group, (C) is the molecular mass of the neutral c terminal group, and (M) is the molecule mass of the neutral amino acids.

  • a: (N)+(M)-CHO
  • b: (N)+(M)
  • y: (C)+(M)+H (note in the figure above that the amino terminus of the y peptides has an extra proton in the +1 charged peptides.)

m/z values can be calculated from the calculated m values and by adding the one H mass to the overall z if the overall charge is +1, etc.


Proteins - Peptides - Amino acids: What is a Peptide?

A peptide is a naturally-occurring molecule consisting of two or more amino acids chemically bound to one another by peptide bonds. The covalent peptide bond is formed between the carboxyl (CO) group of the C-terminus of one amino acid and the amino (NH) group of the N-terminus of a second amino acid. The resulting amide bond (CO-NH) is characteristic of all peptides and proteins.

The word “peptide” is derived from the Greek word πεπτίδιο (peptidio) meaning “digested”. The incredible structural and functional diversity of peptides reflect the many indispensable roles of these molecules in human, animal and plant biology, notably as hormones in the regulation of target organ function as antibodies in the mediation of immune responses to infection and as pharmacological agents that modulate receptor activity. Nowadays, laboratory synthesis of bioactive peptides occurs on a large scale, and is one of the core operations at Genaxxon bioscience. Many synthetic peptides can be generated efficiently on a small or a large scale, with consistently high purity, bioactivity and stability. These features are highly sought-after in many chemical, biomedical and pharmacological applications, in which innovations in peptide chemistry are key in scientific, biomedical and pharmaceutical research.

How Are Peptides Formed?

In the living animal and plant cell, peptide and protein synthesis occurs at the ribosomes. In the laboratory, peptides are generated using liquid- or solid-phase peptide synthesis technologies. These two techniques make it possible to create a potentially vast number of peptides on a routine basis.

The formation of an amide bond between two amino acids is a relatively straightforward process within the living cell. However, it can be a challenge to achieve this in vitro, using the chemistry known and applied today. There are two major requirements for success: firstly, the carboxyl (CO) terminus of the first amino acid must react with the amino (NH) terminus of the second amino acid. This is known as directed synthesis. For directed synthesis to succeed, neither amino acid should react with itself, nor should the positions of the two amino acids be swapped with each other. Secondly, as many amino acids possess additional chemical groups that are potentially capable of reacting with the carboxyl or the amino group of the amino acid, it is crucial to prevent these potential interactions from occurring. These prerequisites were first realised in 1901 when Emil Fischer, in collaboration with Ernest Fourneau, synthesized the first dipeptide, glycylglycine and later, in 1951, when Vincent du Vigneaud synthesised Oxytocin, the first polypeptide to be produced in vitro.

Peptide Terminology

Peptides are generally classified according to the number of amino acids contained within them. The shortest peptide possible, composed of just two amino acids, is termed a “dipeptide", a peptide with three amino acids is referred to as a “tripeptide", etc. “Oligopeptides” are peptides that contain between two and 20 amino acids. “Polypeptides” are typically composed of between 20 and 50 amino. Proteins consist of multiple polypeptides, and contain greater than 50 amino acids.

While Peptides are usually distinguished from proteins on the basis of their amino acid count, exceptions do exist: for example, certain longer peptides have been classified as proteins (e.g. amyloid beta), and in some instances, certain smaller proteins are referred to as peptides (e.g. insulin).

For more information about the similarities and differences among peptides and proteins, please read our Peptides vs. Proteins page >.

Classification of Peptides

Peptides are generally divided into several classes. These classes vary, depending on how the peptides themselves are naturally produced. For example, ribosomal peptides are produced from the translation of mRNA on the ribosomes. Ribosomal peptides include hormones and signaling molecules (e.g. tachykinin, vasoactive intestinal, opioid, pancreatic and calcitonin peptides) and antibacterial peptides (Microcins, produced by Gram-negative bacteria). Ribosomal peptides often go through a process of maturation by subsequent proteolysis of the pre-mature form into a smaller biological active peptide.

Non-ribosomal peptides (NRPs) are oligopeptides or smaller polypeptides that are synthesized independently of an RNA template by peptide-specific peptide synthetases. Most of the NRPs are synthesized step-by-step through multi-enzyme complexes that are specific to the respective peptide.

NRP synthesis often uses atypical amino acids or other substrates as building blocks (e.g. D-amino acids, β-amino acids, modified amino acids, or fatty acids). NRPs are frequently cyclic rather than linear, but branching, bridging, heterocyclic and polycyclic peptides are also not uncommon. NRPs possess different functions, e.g. as antibiotics (polymyxin, vancomycin), pigments (indigoidin), siderophores and toxins (microcystin, nodularin, cyanotoxin). NRPs frequently appear in plants, fungi, and single-celled organisms. Glutathione, for example, is a key mediator of antioxidant defences in aerobic organisms.

MHC class I peptides

Immunogenic peptides, produced in large numbers and diversity by the proteasome, are continuously synthesized in the cytoplasm, and constitute fission products of recycled antigens. The immune system continually monitors the body for the presence of viral infections and degenerate cells by checking whether cells have endogenous or foreign proteins present and for the presence of MHC-I protein complexes.

Milk peptides and peptones

Peptides are also produced by the enzymatic digestion of proteins (e.g. by lactobacilli during milk fermentation, whereby proteases digest milk proteins). Peptones are partially-hydrolysed proteins that are derived from animal milk or meat. Peptones are often used in the laboratory as a culture medium for cultivating fungi and bacteria.

Peptidomimetics

A peptide mimetic is a small molecule that mimics the biological function of peptides, including hormones, cytokines, enzyme substrates and viruses. They typically arise either from modification of an existing peptide, or by the de novo synthesis of molecules that mimic peptides in structure, charge or mechanics. Irrespectively, the altered chemical structure is designed to advantageously adjust the molecular properties (e.g. improved stability or bioactivity). Such modifications involve changes to the peptide that would not otherwise occur naturally (e.g. altered backbones and the incorporation of atypical amino acids).

Peptidomimetics can be grouped into three different classes:

1. Modified peptides (exchange of one or a few amino acids, incorporation of D-amino form instead the naturally occurring L-form, or bridging of amino acids (all of them have a peptide-like scaffold)
2. Molecules that are structurally similar to the original peptide, but are composed of organic molecules other than amino acids and
3. A chemical component that mimics the mechanistic action / effect of the original peptide.

Peptide Fingerprint

A peptide fingerprint is a chromatographic pattern of a peptide. A peptide fingerprint is produced by partial fragmentation of the peptide, followed by two-dimensional (2-D) mapping of the resulting fragments.

Peptide Library

A peptide library is composed of a large number of peptides that contain a systematic combination of amino acids. Peptide libraries are often utilized in the study of proteins for biochemical and pharmaceutical purposes. Solid-phase peptide synthesis is the most frequent peptide synthesis technique used to prepare peptide libraries.


Ver el vídeo: Renin Angiotensin Aldosterone System (Mayo 2022).


Comentarios:

  1. Huntingtun

    El punto de vista relevante, es divertido ...

  2. Brookson

    Bravo, este pensamiento tiene que ser a propósito

  3. Udall

    En esto nada hay una buena idea. Listo para apoyarte.

  4. Tolland

    Y me gustó…

  5. Elsu

    Esta idea tendría por cierto

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  7. Muzil

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  8. Ayyad

    Creo que el tema es muy interesante. Te ofrezco a discutirlo aquí o en PM.



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