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Parámetros microscópicos para el análisis de sangre total

Parámetros microscópicos para el análisis de sangre total


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Me pregunto cuáles son los requisitos mínimos de un microscopio para el análisis de células sanguíneas. Me interesa: -Contar eritrocitos -Contar y diferenciar todos los leucocitos tipificados -Contar trombocitos

  • ¿Cuál es el aumento mínimo del objetivo requerido?
  • ¿Qué tipo de objetivo es suficiente?
  • ¿Cuál es la clase de precio mínimo de tal objetivo?

Como descubrí en los grupos de laboratorio médico, la mayoría de los trabajadores de laboratorio usan 100x Objective (objetos de aceite o Leica secos) y 10x ocular. Esto da como resultado 1000x y las imágenes como las siguientes.

Mi idea era usar un objetivo de 20x (ya que es mucho más fácil de manejar) y una cámara de 14MP. El eritrocito debería tener entonces una resolución de unos 60x60 píxeles, que debería ser suficiente para la diferenciación.


El análisis de transcriptomas en sangre completa revela una mayor diversidad microbiana en la esquizofrenia

El papel del microbioma humano en la salud y la enfermedad se aprecia cada vez más. Estudiamos la composición de las comunidades microbianas presentes en la sangre en 192 individuos, incluidos controles sanos y pacientes con tres trastornos que afectan al cerebro: esquizofrenia, esclerosis lateral amiotrófica y trastorno bipolar. Mediante el uso de lecturas de secuenciación de ARN no mapeadas de alta calidad como lecturas microbianas candidatas, realizamos el perfil de las transcripciones microbianas detectadas en sangre completa. Pudimos detectar una amplia gama de filos de bacterias y arqueas en la sangre. Curiosamente, observamos una mayor diversidad microbiana en pacientes con esquizofrenia en comparación con los otros tres grupos. Replicamos este hallazgo en una cohorte independiente de casos y controles de esquizofrenia. Esta mayor diversidad se correlaciona inversamente con la abundancia celular estimada de una subpoblación de células T de memoria CD8 + en controles sanos, lo que respalda un vínculo entre los productos microbianos que se encuentran en la sangre, la inmunidad y la esquizofrenia.


Fondo

Cuchareta migratoria del norte (Anas clypeata) y verde azulado euroasiático (Anas crecca) son dos patos de agua dulce comunes y muy extendidos. Se reproducen en zonas del norte de Europa y Asia (Clements, 2007) e invernada en el sur de Europa y África. Ambas especies pertenecen a las especies a las que se aplica el Acuerdo sobre la conservación de las aves acuáticas migratorias de África y Eurasia (AEWA).

Las aves acuáticas migratorias están clasificadas como "en peligro de extinción" y sus principales amenazas durante la migración incluyen la perturbación humana, incluida la caza, la pérdida y degradación de su hábitat de hibernación en los humedales y la pesca (Amat & amp Green, 2010 Máñez et al., 2010 ). Hasta ahora, no se ha realizado ningún estudio para evaluar las condiciones hematológicas y bioquímicas de esas especies durante la temporada de migración, aunque la determinación de parámetros hematológicos y bioquímicos ofrece un método eficaz para evaluar la condición corporal en aves de vida libre. Tanto los parámetros hematológicos como los bioquímicos son buenos indicadores del estado metabólico y se ven afectados por diferentes procesos estacionales relacionados con la muda, la reproducción y la migración, así como por las fluctuaciones diarias debidas al ritmo circadiano (Jenni-Eiermann et al., 2002). Además, este tipo de estudios puede proporcionar evidencia de que algunas respuestas fisiológicas a lo largo del ciclo anual pueden ser específicas de la especie (Cooke et al., 2013). El estado de salud de las aves puede ayudar a detectar posibles patologías (Cafarchia et al., 2006 Galkina, L'vov, Gromashevskiĭ, & amp Moskvina, 2004), monitorear el estado inmunológico (L'vov et al., 2007) y completar encuestas parasitológicas (Plutzer y Tomor, 2009).

Durante la migración, las aves están expuestas a diferentes situaciones de estrés como altas demandas metabólicas, actividad física, calidad y cantidad de alimentos o contaminantes ambientales que pueden inducir cambios en los parámetros sanguíneos (Sturkie & amp Griminger, 1986 Vleck & amp Vleck, 2002) que pueden conducir a las limitaciones migratorias y de reproducción (Studds & amp Marra, 2005).

Aunque los estudios de hematología y bioquímica sanguínea de especies de aves estrechamente relacionadas tienen una importancia fisiológica comparativa (Gee, Carpenter y Hensler, 1981), esos estudios son escasos y se centran principalmente en aves de diferentes taxones. Los estudios fisiológicos sobre la vida silvestre han demostrado ser relevantes (Jabbour, Hayssen y Bruford, 1997 Seiser et al., 2000). Por esta razón, se ha sugerido que la ecología fisiológica de los animales silvestres debería incorporarse a las políticas de conservación y programas de monitoreo de poblaciones en peligro (Carey, 2005 Seiser et al., 2000). Sin embargo, un plan a corto plazo destinado a evaluar e investigar los eventos ambientales repentinos, como la muerte de animales, rara vez requiere estudios ecofisiológicos inmediatos. Contribuyen a una mayor comprensión de la variación de las características de la sangre en relación con factores como la posición filogenética, el hábitat ecológico, la selección de alimentos y el modo de vida.

Este estudio es un análisis comparativo de los parámetros bioquímicos hematológicos y plasmáticos de la cuchara migratoria del norte y la cerceta euroasiática que hibernan en el norte de Egipto. Hasta donde sabemos, este es el primer estudio que trata sobre parámetros hematológicos y bioquímicos en ambas especies durante la etapa de hibernación. El objetivo de este estudio fue cuantificar y comparar algunos parámetros clave de hematología y bioquímica sanguínea y proporcionar valores de referencia para los parámetros fisiológicos normales para ambas especies con respecto a la migración.


Método robusto para la segmentación semántica de imágenes microscópicas de células sanguíneas en portaobjetos completos

Los trabajos anteriores sobre la segmentación de la imagen de células sanguíneas SEM (microscopio electrónico de barrido) ignoran el enfoque de segmentación semántica de la segmentación de células sanguíneas en portaobjetos completos. En el trabajo propuesto, abordamos el problema de la segmentación de células sanguíneas en portaobjetos completos utilizando el enfoque de segmentación semántica. Diseñamos un marco codificador-decodificador convolucional novedoso junto con VGG-16 como modelo de extracción de características a nivel de píxel. El marco propuesto comprende 3 pasos principales: Primero, todas las imágenes originales junto con las máscaras de verdad del suelo generadas manualmente de cada tipo de célula sanguínea pasan por la etapa de preprocesamiento. En la etapa de preprocesamiento, se realiza el etiquetado a nivel de píxel, la conversión de RGB a escala de grises de la imagen enmascarada y la fusión de píxeles, y la generación de máscara unitaria. Después de eso, VGG16 se carga en el sistema, que actúa como un modelo de extracción de características a nivel de píxel previamente entrenado. En el tercer paso, se inicia el proceso de formación sobre el modelo propuesto. Hemos evaluado el desempeño de nuestra red en tres métricas de evaluación. Obtuvimos resultados sobresalientes con respecto a las precisiones por clase, así como globales y medias. Nuestro sistema logró precisiones por clase de 97,45%, 93,34% y 85,11% para glóbulos rojos, glóbulos blancos y plaquetas, respectivamente, mientras que las precisiones global y media permanecen en 97,18% y 91,96%, respectivamente.

1. Introducción

La sangre es el líquido más deslocalizado del cuerpo, transportando sangre oxigenada desde el sistema respiratorio a otras partes del cuerpo y transportando dióxido de carbono de regreso [1]. También ayuda en la excreción de desechos a través del riñón y transporta nutrientes desde el sistema digestivo a otros tejidos del cuerpo [2]. La sangre humana se compone de glóbulos rojos (glóbulos rojos, eritrocitos), glóbulos blancos (glóbulos blancos, leucocitos) y plaquetas con una proporción de 40% de glóbulos rojos y 60% de glóbulos blancos y plaquetas. La segmentación y clasificación precisas de glóbulos rojos y glóbulos blancos juegan un papel vital en la identificación de enfermedades relacionadas con la sangre como cáncer de sangre, síndrome, leucemia, anemia, SIDA y malaria. La determinación básica sobre la clasificación y segmentación de las células sanguíneas es la identificación correcta de los componentes sanguíneos y la extracción de información útil de la imagen microscópica. El análisis de sangre se puede realizar mediante métodos de recuento manual o métodos basados ​​en máquinas. Los métodos de conteo manual son muy tediosos, largos, sujetos a errores y propensos con respecto a la experiencia del hematólogo. Esto hace que un análisis automático de imágenes de células sanguíneas sea esencial para la identificación correcta y eficiente de anomalías relacionadas con la sangre. Actualmente, se utilizan varias técnicas de espacio de color para la partición de imágenes microscópicas como RGB, HIS y LAB, pero RGB es la técnica de espacio de color más utilizada debido a su estrecha asociación con el sistema visual humano [3]. La mayoría de los trabajos anteriores se centran en la segmentación unicelular [4-7]. La técnica de una sola célula se dirige a un solo tipo de célula (leucocitos o eritrocitos) para la segmentación a la vez. Pero ninguna de las técnicas anteriores utilizó la segmentación de portaobjetos completo de los tres tipos de células sanguíneas simultáneamente. La segmentación semántica se hizo popular para la predicción de píxeles densos de objetos en imágenes utilizando redes totalmente convolucionales (FCN) [8, 9]. Estas redes se penetran profundamente para la detección, clasificación y predicción de la región de interés (ROI) de la base de píxeles. Las redes neuronales convolucionales no solo mejoran la región local de interés [10, 11], sino que también proporcionan un enorme progreso para la segmentación de la imagen completa. La segmentación semántica muestra el comportamiento de la herencia [11] entre la ubicación y la semántica del ROI. La segmentación semántica aborda las preguntas qué (semántica) y dónde (ubicación) en la imagen de entrada. La semántica y la información de ubicación se codifican en forma de pirámide no lineal de local a global a través de la extracción de características profundas. Nos centramos en la segmentación de glóbulos blancos, glóbulos rojos y plaquetas dentro de una imagen de diapositiva completa de la célula utilizando la técnica de segmentación semántica.

En este trabajo, vamos a presentar un algoritmo novedoso para la segmentación semántica de imágenes de glóbulos rojos, glóbulos blancos y plaquetas de todo el portaobjetos, junto con el desarrollo del conjunto de datos de células sanguíneas de última generación, diseñado manualmente, basado en máscaras, extendido desde ALL -IDB [12] como estándar para la validación de la segmentación semántica. La motivación básica detrás de la segmentación semántica es que es capaz de segmentar una imagen desconocida en diferentes porciones u objetos. Las principales contribuciones de este trabajo son las siguientes: (1) Un algoritmo robusto para la segmentación precisa y eficiente de células de leucocitos, eritrocitos y plaquetas de todo el portaobjetos basado en la segmentación semántica. (2) Desarrollo de un conjunto de datos de células sanguíneas basado en mascarillas generado manualmente de última generación ampliado desde ALL-IDB. Este conjunto de datos incluye una máscara individual de cada tipo de glóbulos, es decir, glóbulos blancos, glóbulos rojos y plaquetas, junto con una máscara de imagen de portaobjetos completo. El marcado por píxeles se realiza en cada tipo de máscara de glóbulos. (3) Una técnica que predice la relación de base de píxeles de glóbulos blancos, glóbulos rojos y plaquetas en la imagen de la diapositiva completa. Esta técnica juega un papel importante en el recuento sanguíneo preciso y eficiente durante el diagnóstico de diferentes tipos de enfermedades.

El resto del documento está organizado de la siguiente manera: la sección 2 describe el trabajo anterior de última generación, la sección 3 describe el enfoque utilizado para el trabajo actual, mientras que la recopilación / preparación de datos, el trabajo experimental, los resultados y la conclusión se describen en las Secciones 4 a 7, respectivamente.

2. Trabajo relacionado

Trabajos previos en glóbulos como glóbulos blancos (WBC) y glóbulos rojos (RBC) [4–7] han utilizado K-medias, algoritmo de Zack, magnitud de gradiente, transformación de cuenca hidrográfica y SVM para la segmentación junto con algunos preprocesos para mejorar la imagen. [13]. Estos trabajos muestran un desempeño sobresaliente para la detección y segmentación eficiente de las células sanguíneas. Pero la mayor parte del trabajo discute el tratamiento de una sola célula de la imagen (WBC o RBC). En [14, 15], Quiñones et al. y Shahin et al. desarrolló un algoritmo para el recuento y la segmentación de leucocitos (WBC) mediante el uso de espacio de color HSV / algoritmo Zak y puntuación de similitud neutrosófica adaptativa / umbral de Otsu, respectivamente. En [15], los conjuntos de datos BS_DB3 y ALL_DB1 y ALL_DB2 [12] se utilizaron con fines de segmentación, mientras que Quiñones et al. [14] utilizó un total de 12 imágenes de frotis de sangre para contar un tipo específico de células sanguíneas en una imagen. Liu y col. [16] realizó la segmentación de los glóbulos blancos utilizando la agrupación de turnos medios y la operación de cuencas hidrográficas en 306 imágenes recopiladas del Hospital de la Universidad de Shandong. Todos realizaron análisis en un solo tipo de células sanguíneas. Nadie discutió la segmentación de la imagen de células sanguíneas de portaobjetos completos en glóbulos blancos, glóbulos rojos y plaquetas. Miao y Xiao [5] realizaron la segmentación en las células recortadas de glóbulos blancos y glóbulos rojos simultáneamente no en la imagen de portaobjetos completo con una precisión del 97,2% y del 94,8%, pero ignoraron las plaquetas y también obtuvieron resultados negativos en imágenes de baja calidad. Su algoritmo muestra que las tasas de subregmentación y sobresegmentación de los glóbulos rojos son del 1% y el 3%, respectivamente, que son bastante altas solo en 100 imágenes del conjunto de datos. Chen y col. [17] desarrolló un marco para la adopción de imágenes y características sinérgicas basado en la adopción de modalidades cruzadas para la segmentación de imágenes de TC y RM. El modelo propuesto recupera la degradación del desempeño entre 17.2% y 73.0%. Liu y col. [16] realizó la segmentación de los glóbulos blancos utilizando la agrupación de turnos medios y la operación de cuencas hidrográficas en 306 imágenes recopiladas del Hospital de la Universidad de Shandong. Shirazi y col. [6] propuso una técnica híbrida combinando el algoritmo de la serpiente y la ortogonalización de Gram-Schmidt [18] para la segmentación de los glóbulos blancos. Realizaron un preprocesamiento en la imagen de entrada mediante la transformación de la curva a través del filtro Wiener para mejorar la imagen y obtener mejores resultados. Todo el análisis se basó en una sola celda. Cao y col. [19] utilizó 203 imágenes dibujadas manualmente y 70853 imágenes del Hospital Zhongnan de la Universidad de Wuhan para la segmentación de leucocitos. Utilizaron una combinación de SWAM y ampIVFS y algoritmos basados ​​en divergencia difusa y obtuvieron una precisión de segmentación del 93,75% de los glóbulos blancos solamente. El recuento de glóbulos blancos se realizó en [20] en ALL-IDB1, 2 conjuntos de datos utilizando SVM [21] y NNS (búsqueda de vecino más cercano) con distancia euclidiana. Esta técnica solo tiene un rendimiento superior en los glóbulos blancos, no en los glóbulos rojos y las plaquetas. En [14, 15], Quiñones et al. y Shahin et al. desarrolló un algoritmo para el recuento y la segmentación de leucocitos (WBC) mediante el uso del espacio de color HSV / algoritmo de Zack y la puntuación de similitud neutrosófica adaptativa / umbral de Otsu, respectivamente. Yi y col. [22] segmentaron solo glóbulos rojos con la ayuda del algoritmo de transformación de cuencas hidrográficas controladas por marcadores en 117 imágenes recolectadas manualmente. Seleccionan área, perímetro y parámetro circulatorio para la identificación de glóbulos rojos. La mejora de la imagen también se lleva a cabo como paso de preprocesamiento con el algoritmo de transformación de cuencas hidrográficas [23]. Las células de normoblastos fueron identificadas automáticamente por Das et al. [24] mediante la realización de experimentos en las 950 células sanguíneas nucleadas. El algoritmo de cuencas hidrográficas controladas por marcadores se utilizó para la segmentación de glóbulos rojos. Se extrajeron las características de intensidad media, desviación estándar, asimetría, curtosis y entropía para una identificación correcta y eficiente de los glóbulos rojos. Shirazi y col. [25] segmentó los glóbulos rojos utilizando el método de umbral basado en estadísticas / medias c difusas en una sola célula sanguínea en el conjunto de datos ALL-IDB. Se extrajeron texturas y características geométricas para la separación de las células objetivo. Los parámetros de área, perímetro, circulatorio, convexidad y solidez se extrajeron en [26] para la segmentación de WBC (linfocitos, neutrófilos, eosinófilos y basófilos) de 117 imágenes recopiladas por los autores.

3. Preparación del conjunto de datos

Utilizamos la base de datos de imágenes de leucemia linfoblástica aguda (ALL-IDB1) [12] como base de datos para nuestro trabajo experimental. Consta de un total de 108 imágenes de células sanguíneas en portaobjetos completos. 108 imágenes contienen alrededor de 39000 elementos sanguíneos. Todas las imágenes se tomaron con microscopios de 300 a 500 aumentos, de los cuales 59 (2592 × 1944) células eran de individuos sanos y 49 (1712 × 1368) de pacientes con leucemia linfoblástica aguda (LLA).

En la Figura 1, las imágenes de las Figuras 1 (a) –1 (c) se toman de individuos sanos, mientras que las imágenes de las Figuras 1 (d) –1 (f) se toman de pacientes con leucemia aguda de linfoblastos.


Metodología de la encuesta

Los artículos se buscan mediante palabras clave en una de las plataformas populares, Google Scholar. Las palabras clave populares consideradas son glóbulos blancos, glóbulos rojos, enfermedad, aprendizaje automático, aprendizaje profundo, procesamiento de imágenes y explicabilidad.

La búsqueda se refina reorganizando las palabras clave para que el artículo de búsqueda se alinee específicamente con el área. Los trabajos se consideran únicamente del idioma inglés.

Después de obtener una gran cantidad de artículos, se lee su resumen para finalizarlos para el proceso de revisión.

Algunos artículos están finalizados para la revisión y se demostró que contribuyeron significativamente al tema de la investigación.

También se buscan referencias cruzadas examinando algunos artículos que tienen buenas contribuciones de investigación.

La siguiente Fig. 1 muestra las co-ocurrencias de diferentes palabras clave, considerando 02 palabras clave por artículo como umbral. La co-ocurrencia es analizada por VOSviewer 1.65.

Figura 1: Co-ocurrencia de palabra clave.


4. Conclusiones

Los coágulos de sangre total han sido un desafío para obtener imágenes con microscopía óptica debido a la opacidad de los eritrocitos. En este trabajo, optimizamos una solución de limpieza óptica a base de agua que vuelve transparentes los coágulos de sangre humana o de ratón entero a escala milimétrica, al tiempo que conserva la ultraestructura del coágulo. La capacidad de aclaramiento se demostró mediante la obtención de imágenes de eritrocitos y fibrina marcados con fluorescencia en toda la profundidad del coágulo utilizando microscopía confocal y de dos fotones. Este nuevo método permitió validar las formas deformadas de los eritrocitos (poliedrocitos) dentro del coágulo mediante microscopía confocal, además de revelar toda la red de fibrina y su interacción con los eritrocitos. Esta técnica permite el análisis cuantitativo de la composición del coágulo a nivel celular. Encontramos que los volúmenes de eritrocitos no cambian significativamente con la contracción del coágulo y permanecen iguales a diferentes profundidades. Esto apoya la idea de que la contracción del coágulo se logra mediante una mayor eficiencia de empaquetamiento de los eritrocitos y no mediante la reducción del volumen celular. Además, demostramos el uso potencial de cCLOT para evaluar los cambios asociados con el fármaco en la organización de la fibrina y la estructura del coágulo mediante la evaluación de los agregados de fibrina en presencia de un fármaco inhibidor de la miosina II no muscular, blebbistatin.


Microscopio

Nuestros editores revisarán lo que ha enviado y determinarán si deben revisar el artículo.

Microscopio, instrumento que produce imágenes ampliadas de objetos pequeños, lo que permite al observador una visión extremadamente cercana de estructuras diminutas a una escala conveniente para su examen y análisis. Aunque los microscopios ópticos son el tema de este artículo, una imagen también puede agrandarse con muchas otras formas de onda, incluyendo acústica, rayos X o haz de electrones, y ser recibida por imágenes directas o digitales o por una combinación de estos métodos. El microscopio puede proporcionar una imagen dinámica (como con los instrumentos ópticos convencionales) o estática (como con los microscopios electrónicos de barrido convencionales).

¿Qué es un microscopio?

Un microscopio es un instrumento que hace una imagen ampliada de un objeto pequeño, revelando así detalles demasiado pequeños para ser vistos a simple vista. El tipo de microscopio más familiar es el microscopio óptico, que utiliza luz visible enfocada a través de lentes.

¿Qué significa "microscopio"?

La palabra "microscopio" proviene del latín "microscopium", que se deriva de las palabras griegas "mikros", que significa "pequeño" y "skopein", que significa "mirar".

¿Quién inventó el microscopio?

No se sabe con certeza quién inventó el microscopio. Sin embargo, los primeros microscopios parecen haber sido fabricados por los ópticos holandeses Hans Janssen y su hijo Zacharias Janssen y por el fabricante de instrumentos holandés Hans Lippershey (quien también inventó el telescopio) alrededor de 1590.

¿Qué son los portaobjetos de microscopio?

Los portaobjetos de microscopio son pequeños rectángulos de vidrio o plástico transparente, sobre los cuales puede descansar una muestra para poder examinarla con un microscopio.

El poder de aumento de un microscopio es una expresión del número de veces que el objeto que se examina parece agrandarse y es una relación adimensional. Por lo general, se expresa en la forma 10 × (para una imagen ampliada 10 veces), a veces expresada erróneamente como "diez eks", como si la × fuera un símbolo algebraico, en lugar de la forma correcta, "diez veces". La resolución de un microscopio es una medida del más mínimo detalle del objeto que se puede observar. La resolución se expresa en unidades lineales, generalmente micrómetros (μm).

El tipo de microscopio más familiar es el microscopio óptico o de luz, en el que se utilizan lentes de vidrio para formar la imagen. Los microscopios ópticos pueden ser simples, que constan de una sola lente, o compuestos, que constan de varios componentes ópticos en línea. La lupa de mano puede aumentar de 3 a 20 ×. Los microscopios simples de una sola lente pueden aumentar hasta 300 × y son capaces de revelar bacterias, mientras que los microscopios compuestos pueden aumentar hasta 2000 ×. Un microscopio simple puede resolver por debajo de 1 micrómetro (μm una millonésima parte de un metro), un microscopio compuesto puede resolver hasta aproximadamente 0,2 μm.

Las imágenes de interés se pueden capturar mediante fotografía a través de un microscopio, una técnica conocida como fotomicrografía. A partir del siglo XIX, esto se hizo con película, pero la imagen digital ahora se usa ampliamente en su lugar. Algunos microscopios digitales han prescindido de un ocular y proporcionan imágenes directamente en la pantalla de la computadora. Esto ha dado lugar a una nueva serie de microscopios digitales de bajo coste con una amplia gama de posibilidades de obtención de imágenes, incluida la micrografía time-lapse, que ha puesto al alcance del microscopista joven o aficionado tareas anteriormente complejas y costosas.

Otros tipos de microscopios utilizan la naturaleza ondulatoria de varios procesos físicos. El más importante es el microscopio electrónico, que utiliza un haz de electrones en la formación de su imagen. El microscopio electrónico de transmisión (TEM) tiene un poder de aumento de más de 1.000.000 ×. Los TEM forman imágenes de muestras delgadas, por lo general secciones, casi al vacío. Un microscopio electrónico de barrido (SEM), que crea una imagen reflejada de relieve en una muestra contorneada, generalmente tiene una resolución más baja que un TEM, pero puede mostrar superficies sólidas de una manera que el microscopio electrónico convencional no puede. También hay microscopios que utilizan rayos láser, sonido o rayos X. El microscopio de túnel de barrido (STM), que puede crear imágenes de átomos, y el microscopio electrónico de barrido ambiental (ESEM), que genera imágenes utilizando electrones de muestras en un entorno gaseoso, utilizan otros efectos físicos que amplían aún más los tipos de objetos que pueden ser examinado.


Microscopio compuesto: conceptos básicos, funcionalidad y usos

Un microscopio compuesto es un microscopio óptico que usa luz y diferentes lentes para exagerar o magnificar un objeto. Para saber más sobre un microscopio compuesto, sus conceptos básicos y usos en varios campos, siga leyendo.

Un microscopio compuesto es un microscopio óptico que usa luz y diferentes lentes para exagerar o magnificar un objeto. Para saber más sobre un microscopio compuesto, sus conceptos básicos y usos en varios campos, siga leyendo & # 8230

¿Sabías?

Con un microscopio compuesto, una imagen se puede ampliar 2.000 veces más de lo que es visible a simple vista.

Entre todos los numerosos inventos hasta la fecha, el microscopio ha sido uno de los más notables y significativos. Los elementos demasiado pequeños para ser vistos a simple vista se pueden ver claramente con la mayor facilidad y con gran detalle gracias a un microscopio.

El término microscopio se puede dividir en dos palabras separadas, & # 8216micro & # 8217 y & # 8216scope & # 8217, donde el término & # 8216micro & # 8217 significa pequeña o diminuto , y & # 8216scope & # 8217 significa para ver o para observar . Por tanto, un microscopio puede entenderse como un instrumento para observar elementos diminutos.

¿Qué es un microscopio compuesto?

La palabra compuesto significa múltiple, mixto o una combinación de ambos. Un microscopio compuesto es un microscopio que utiliza más de una lente. Diseñado con un sistema de combinación de lentes, un microscopio compuesto consta de dos partes ópticas, a saber, la lente del objetivo y la lente ocular. La lente del objetivo utiliza una distancia focal corta para ampliar una imagen. Por lo tanto, las células animales, las células vegetales, los protozoos y las bacterias se pueden ver y estudiar fácilmente con la ayuda de un microscopio compuesto.

Un microscopio compuesto se puede clasificar en un microscopio vertical y un microscopio invertido. Un microscopio vertical es como un microscopio ordinario con el sistema de lentes, seguido de la etapa donde se guarda la muestra y luego la fuente de luz. Un microscopio invertido, como su nombre indica, está al revés. Es exactamente la réplica inversa del microscopio vertical con el sistema de iluminación primero, seguido de la platina y luego el sistema de lentes.

Un microscopio compuesto se puede utilizar para diversos fines, como la investigación médica y la educación. Sin embargo, es esencial conocer los conceptos básicos de un microscopio compuesto y recordarlos cuando esté en uso.

Partes de un microscopio compuesto

Un microscopio compuesto consta de la lente del objetivo, el ocular, la platina en la que se coloca la muestra y las perillas de ajuste. También incluye una fuente de luz & # 8211 un espejo, un revólver y un brazo. El siguiente diagrama le ayudará a comprender mejor el microscopio.

Conceptos básicos de un microscopio compuesto

Aprender los conceptos básicos de un microscopio compuesto, para asociarlo con él cada vez que se utiliza, resultaría favorable. A continuación se presentan algunos puntos importantes que deben entenderse a fondo.

❒ Para que cada microscopio funcione, debe haber un fuente de luz eso ayudaría a iluminar el objeto que tiene que ser visto.

❒ La fuente de luz puede ser un espejo, que reflejaría la luz del exterior, o el dispositivo puede tener su propia fuente de luz.

❒ La lente inferior, que es la más cercana a la muestra, se llama lente objetivo. También conocido como lente principal, amplifica la muestra. Podría haber lentes de objetivo con diferentes potencias. Los valores de aumento pueden variar de 5x a 100x. Los valores están escritos en el lateral de la lente.

❒ La lente más cercano al ojo del espectador, ese es el lente superior, se denomina lente ocular. También conocida como lente secundaria, los poderes de aumento de la lente superior pueden variar de 2x a 20x.

❒ La lente del objeto debe estar paralelo al ocular. La lente del objeto se puede ajustar girando la pieza de la nariz, también conocida como torreta. Un sonido & # 8216click & # 8217 indica que tanto la lente del objeto como el ocular están colocados en el lugar correcto.

❒ Multiplicar la ampliación de la lente ocular por la ampliación de la lente del objetivo da como resultado la ampliación total, es decir, la imagen ampliada de la muestra.

❒ Por lo tanto, una lente ocular de 10x junto con un objetivo de 30x dará como resultado un factor de aumento de 300x. Esto significa que la muestra se agrandará 300 veces más grande que cuando es visible a simple vista.

❒ Sin embargo, un microscopio compuesto puede ampliar elementos hasta máximo de 2000x solamente. Es importante tener en cuenta que cualquier imagen mayor de 2000x no sería reconocida por el ojo ni el cerebro podría procesar la imagen.

❒ Para visualizar la muestra con diferentes aumentos, gire la lente del objeto en lugar del ocular.

❒ No toque nunca la superficie de la lente con las manos, ya que podría hacerla borrosa. También puede tener en cuenta los arañazos, lo que reduce la visibilidad de la muestra por parte del espectador.

❒ Recuerde sujetar el brazo y la base del microscopio simultáneamente, ya que un microscopio compuesto es más pesado y de mayor tamaño. También son más caros en comparación con otros microscopios.

Usos de un microscopio compuesto

En esta nueva era de ciencia y tecnología, un microscopio ha sido de gran ayuda para el mundo. Consideremos ahora ciertos usos de un microscopio compuesto.

▣ Se realizan análisis de sangre, que son de gran ayuda para diagnosticar enfermedades. Por tanto, un microscopio compuesto es de gran utilidad en los laboratorios de patología para identificar enfermedades.

▣ Varios casos de delitos se detectan y resuelven extrayendo células humanas y examinándolas bajo el microscopio en laboratorios forenses. Se puede determinar la presencia o ausencia de minerales y se puede identificar la presencia de metales, lo que ayuda a resolver delitos.

▣ Los expertos forenses y los científicos también pueden averiguar el país de donde proviene una droga en particular al observar sus partículas bajo un microscopio compuesto.

▣ Los estudiantes de escuelas y universidades se benefician del uso de un microscopio para realizar sus experimentos académicos. Es de gran ayuda ya que los estudiantes ahora pueden ver las bacterias y los virus, que de otra manera son invisibles a simple vista. De ese modo son testigos de cosas que han estudiado en teoría.

▣ Se examinan las células vegetales y se pueden determinar los microorganismos que prosperan en ellas con la ayuda de un microscopio compuesto. Por lo tanto, un microscopio compuesto también ha resultado beneficioso para los biólogos.

Zacharias Janssen inventó el primer microscopio compuesto en el año 1590, y más tarde Galileo Galilei, al gran físico italiano se le ocurrió su versión hecha a sí mismo. Anton Van Leeuwenhoek, el padre de la microscopía, se le atribuye el progreso constante realizado en el campo del diseño y uso de microscopios.

Habiendo absorbido el significado, los conceptos básicos y los usos de un microscopio compuesto, ahora es posible que pueda identificarse con el instrumento cuando esté en uso. Para comprender mejor, siempre cuente con la ayuda de un experto en el campo de la ciencia. Espero que el artículo te haya dado una idea clara sobre un microscopio compuesto.

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Frotis de sangre: método de preparación y principio | Sangre | Biología

Es necesario un frotis de sangre bien preparado para el examen microscópico de la sangre. Los frotis de sangre se utilizan para determinar diferenciales de leucocitos, evaluar la morfología de eritrocitos, plaquetas y leucocitos y, si es necesario, estimar los recuentos de plaquetas y leucocitos.

Las cualidades deseables de un frotis de sangre incluyen:

I. Área de lectura suficiente

ii. Morfología aceptable dentro del área de trabajo.

iii. Distribución uniforme de leucocitos

El Laboratorio de Patología Clínica utiliza la técnica de cuña para la preparación de frotis de sangre. Este método produce una disminución gradual en el grosor de la sangre desde los extremos gruesos a los delgados con el frotis terminando en un borde en forma de pluma de aproximadamente 2 mm de largo.

El frotis tiene más de 25 mm de largo y el borde emplumado se detiene aproximadamente a 10 mm del extremo del portaobjetos. El frotis de sangre ocupa la parte central del portaobjetos y tiene márgenes definidos en todos los lados que son accesibles al examen por inmersión en aceite.

El extremo delgado de la película se vuelve más delgado gradualmente y no tiene vetas granulosas, depresiones, crestas, ondas ni agujeros & # 8211 características que pueden resultar en una distribución desigual de los leucocitos. En preparaciones de pacientes normales, la sección delgada del frotis ocupa aproximadamente 1/3 del área total y, dentro de esa área, los eritrocitos se distribuyen en una monocapa.

The thickness of the spread is influenced by the angle of spreader slide (the greater the angle, the thicker and shorter the blood smear), the size of the drop of blood and the speed of spreading. Glass cover slips are mounted on all blood smears to prevent damage to smear during examination, cleaning, handling and storage.

Preparation of Blood Smear:

2. E.D.T.A. blood (within 1 hr. of collection)

Preparation of Blood Film:

The slide should be clean. Place a small drop of blood, or one side about 1-2 cm from one end. Without delay place a spreader at an angle of 45° from the slide and move it back to make contact with the drop. The drop should spread out quickly along the line of contact of spreader with the slide.

The moment this occurs, spread the film by rapid smooth forward movement of the spreader. The film should be 3-4 cm in length. The ideal thickness is such that there is some overlap of R.B.C. throughout most of its length with proper separation and lack of distortion of RBC’s. the end from where the spread had ended is called tail end.

The ideal zone to examine the blood film is the areas between tail and body. If the film is made too thin or if a rough edged spread is used many leucocytes accumulate in edges and at tail. DLC should not be attempt on such a slide.

Characteristics of an Ideal Blood Smear:

1. It should be in the central 2/3 of slide.

2. It should have straight lateral border and short tongue shaped tail.

Precautions to be taken during preparation:

1. Angle should be maintained at 45°.

2. Blood drop should be of proper size.

3. Spreader’s edges should be smooth and it should be smaller than the slide on which smear is being made.

4. Pressure applied should be proper.

5. Drop should be pulled with spreader not pushed with it.

6. Preparation should be in one single stroke.

Staining of Blood Film:

Process of Staining:

The slide is covered with leishman stain for 2 mins. This much time is required for fixation. After 2 mins it is diluted with double the volume of buffer water. On adding buffer water a metallic shin will be formed, if the stain is dry. Allow this to stand for 15 min. after min, flood the slide with water to remove stain. Then wash under tap water wiping the back of slide with finger or cotton. Dry in air.

Precautions Suring Staining:

1. Time: Initial time 2 minutes, is important. After dilution increase of 1-2 minutes, does not alter staining.

2. Never let the stain dry on the slide otherwise stain deposits will make it impossible to count leucocytes (DLC).

3. Staining should be deposit free.

4. For washing the smear – let the water stream replace the stain. Don not throws the stain first.

Technique of Differential Leucocyte Counting:

D.L.C. is done is oil immersion, with wide open diaphragm and high up condenser. D.L.C. is best done in area where RBC morphology is good. There tends to be somewhat unequal distribution of WBC is normal blood film.

The smaller cells (like small lymphocytes) being in greater relative number in central thicker portions and the larger cells (monocytes eosinophils) being in greater relative number- along the edges and the tail. So the D.L.C. on a smear depends upon the area of the slide used for counting. To overcome this difficulty both area are included in counting.

Two methods are employed in counting:

1. Going back and forth lengthwise including both body and tail.

2. Going back and forth sidewise including both edges and centre. Usually 100 cells are counted.

It is used for malaria and microfilaria.

Sample is taken at or just after height of fever with shivering.

Sample is collected at midnight. Drop of blood is taken on slide which is spread evenly, air dried and then de-hemoglobinised by placing film in distilled water for 5-10 min. Leishman’s stain is mostly used for malaria.

A buffy coat preparation facilitates the search for immature and abnormal white blood cells, particularly when the peripheral blood count is low, and in identification of bacteria or yeast in septic and immune-compromised or immunosuppressed patients.

Micro-hematocrit centrifugation of specimen. Concentration of WBC’s Wright-Giemsa Stain.

Specimen Requirements: Collect:

Routine venipuncture, EDTA (Lavender-top tube)

Stable at Room Temperature for 24 hours.

Stable Refrigerated for 36 hours.

Clotted, QNS, old specimen, identification errors, labeling errors, inappropriate anticoagulants


Making Microscope Slides Yourself

There are three types of mounts that you can choose from when making microscopy slides. These are dry mount, wet mount, and prepared mount. Each mount has its own pluses and minuses. Your personal skill level and available equipment will determine how easy it is to make each type.

How to Make Dry Mount Microscope Slides

Instrucciones:

Dry mounts are the easiest microscope slides to make. You will need a glass slide and a cover slip. Dry mounts work best for samples like pollen, hair, feathers, or even dust particles caught in a microfilm filter.

The basic steps to prepare your own dry mount slide are very simple. Place the sample on the slide and cover. That's it! The cover will work to protect both your sample and objective lenses.

Desventajas:

Although making microscope slides in the dry mount is easy, there are some disadvantages. These mounts are temporary unless you seal the cover slip in some way. It is also harder to see the more intricate structures of some species. For that, you will have to learn how to make a prepared mount.

How to Make Wet Mount Microscope Slides

Instrucciones:

Making microscope slides in a wet mount has a lot of advantages. The liquid refraction makes it much easier to see intricate structures. If the specimen is alive, the liquid will make it possible to view both the natural color and mobility patterns.

To make a wet mount, place a few drops of your desired liquid on the slide. Add the specimen to your liquid, and then place a few more drops on top of it. This ensures that the specimen will be covered in the liquid. If you are looking at an aquatic specimen like algae, use the water in which the specimen is residing.

Next apply the cover slip. This is done very gently in order to avoid the formation of air bubbles. Slowly lower the cover down at an angle, and it will eventually be held in place by surface tension. If the cover slip is floating on the bottom half of the slide, you have used too much liquid.

There are a variety of liquids that are acceptable for making a wet mount, from tap water to glycerin. The important thing to consider is your type of specimen. Some specimens don’t do well when faced with particular liquids. Be sure to choose your liquid carefully to match your specimen.

Desventajas:

Wet mounts have disadvantages as well. Finding a moving specimen can be a problem. The slides also tend to dry out under the light of the microscope. If your wet mounts are drying out before you are ready, apply an additional drop of liquid under the cover slip.

How to Make Prepared Mount Microscope Slides

Instrucciones:

Making prepared mount slides is more involved, although the advantage is that once you are done you can keep them for a long time.

First your specimen needs to be sliced very thin. The best tool for this is a microtome, an instrument used to cut materials into featherweight slices.

Once the specimen is thin enough, place it on your slide. You will have to remove any excess water. Depending on the specimen you can air dry, blot, or use a heat source to dry the sample.

You will want to add a dye like methylene blue in order to stain the intricate structures of the specimen. You can do add a drop of the dye to the sample, then place the cover on top. Adding a fixative to the specimen before you put on the cover slip will help prevent decay.

The specimen to the right, a piece of a mouse quadriceps, is stained with Hematoxylin. Note how clearly you can see the tiny structures, which are individual muscle fibers.

If you have a specimen that is in a wet mount, there is a really simple way to stain it. Place a drop of dye on the edge of the cover slip. Put a small piece of paper towel at the opposite edge. As the paper towel absorbs the liquid, the dye should be pulled under the cover and across the specimen.

The prepared mount method is more complex, so it's not often done by the hobby microscopist. These slides are for biological or pathological research.

Making Microscope Slides: Conclusion

Never fear though, if you want to examine more complex structures but don't have the time/knowledge to prepare your own specimens you can always shop prepared slides at Amazon.

With a little practice, making microscope slides isn’t all that difficult. You may even enjoy it when you master some of the techniques. Once you know the steps needed, nothing can stand in the way of your own curiosity!



Comentarios:

  1. Hamdun

    Puedo recomendar venir al sitio, en el que hay muchos artículos sobre este tema.

  2. Giollabrighde

    Lamento interferir, pero, en mi opinión, este tema ya no es relevante.

  3. Kendall

    Cometer errores. Escríbeme en PM, discúblalo.

  4. Gardamuro

    Lamento interferir, también me gustaría expresar mi opinión.

  5. Faro

    No es agradable.

  6. Delrick

    Estoy totalmente de acuerdo con usted. Me gusta esta idea, estoy completamente de acuerdo contigo.



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